Лабораторные животные в бактериологии

Лабораторные животные в

бактериологической лаборатории

В диагностической работе бактериологических лабораторий часто приходится прибегать к заражению так называемых лабораторных, или опытных, животных. Чаще всего в повседневной практике применяют для этой цели мелких, наиболее дешевых, животных: белых мышей и крыс, морских свинок, кроликов, а из птиц-голубей и кур. Реже используют собак и кошек, еще реже — различные виды сельскохозяйственных животных. Цель биологических методов исследования заключается в определении патогенности или степени вирулентности исследуемого материала, выделении из материала чистых культур микробов, отделении патогенных микроорганизмов из смеси с сапрофитными видами и т. д. Широкое применение находят лабораторные животные и в серологической практике: морские свинки — для получения комплемента, кролики (овцы, телята) — при изготовлении различных агглютинирующих сывороток, гемолизина, эритроцитов и т. п. Для изготовления специальных питатель­ных сред от животных получают кровь, сыворотку, различные органы, ткани и т. д. Кроме того, лабораторные животные широко используются при определении качеств биологических и химиотерапевтических препаратов, а также научно-экспериментальной работе. Лабораторные животные служат так­же для диагностики некоторых инфекционных заболеваний, моделирования экспериментальных острых и хронических ин­фекционных процессов, установления вирулентности и токсигенности изучаемых штаммов микробов, определения актив­ности приготовленных вакцин и исследования их на безвред­ность.

Бактериологические лаборатории для повседневной работы обычно разводят лабораторных животных в специально организованных для этой цели питомниках. Это дает возможность всегда получать в достаточном количестве проверенный и безупречного качества подопытный материал. Если животные не разводятся, а только содержатся в лаборатории, то помещение для них носит название – виварий. Новые партии животных закупаются в питомниках. Условия содержания и кормления в данных подразделения практически аналогичны, поэтому в ниже приведенном материале не будет дифференциации между указанными структурами лаборатории.

Краткие сведения о содержании, разведении, кормлении и заболеваниях лабораторных животных

Содержание животных в питомниках должно по возможности соответствовать условиям существования их в природе. Это положение особенно относится к диким, родившимся на воле животным и птицам (дикие голуби, воробьи, домашние серые мыши и крысы). В неблагоприятных для них условиях содержания и кормления эти животные быстро погибают в неволе (особенно воробьи и серые мыши). Обязательным условием успешной работы питомника является строгое соблюдение всех ветеринарно-санитарных, зоотехнических и зоогигиенических правил. Последние предусматривают содержание животных в просторных, светлых, сухих и чистых клетках, в хорошо вентилируемых, с нормальной температу­рой помещениях, рациональное и полноценное кормление и проведение про­филактических мероприятий в целях предупреждения различных заболе­ваний. Громадное значение для питомника имеет хороший состав производителей (самцов и самок).

Питомник (виварий) должен иметь несколько отделений для содержания различных видов животных (кролики, морские свинки, мыши и т. д.).

В структуру вивария входят:

1. отделение для карантинирования и адаптации вновь поступивших животных;

2. экспериментально-биологическая клиника для содер­жания животных, находящихся в опыте;

3. изоляторы для подозрительных на инфекционные заболевания и заведомо больных животных, уничтожение которых по условиям эксперимента нежелательно;

4.экспериментальное помещение (или манипуляционная), в котором осуществляются взвешивание, термометрия, заражение, вакцинация животных, взятие у них крови и не­которые другие процедуры.

Оборудование экспериментального помещения определяется в каждом конкретном случае задачами и условиями проводимых научных исследований.

Карантинное отделение, отделение для подопытных и изо­лятор для инфицированных животных размещаются в поме­щениях, строго изолированных одно от другого и от всех остальных помещений вивария.

Кроме основных перечисленных выше структурных еди­ниц, в составе вивария должны находиться:

а)   кормокух­ня из двух смежных помещений для переработки и изго­товления кормов с самостоятельными выходами в коридор из каждого помещения, кладовая со специально оборудован­ными ларями (металлическими или обитыми внутри жестью) и холодильниками для хранения запаса кормов,

б)   дезинфек­ционно-моечное отделение из 2 комнат, объединенных пере­ходным автоклавом или сухожаровой камерой.

Работа дезинфекционно-моечного отделения определяется состоянием материала, поступающего на обработку. Инфи­цированный материал, например клетки, подстилки, кор­мушки, вначале дезинфицируют, а затем подвергают механи­ческой чистке и мойке. Материал, не представляющий опас­ности для заражения, вначале подлежит механической очист­ке, а затем (при необходимости) стерилизации.

Моечное помещение в правильно организованном виварии имеет мусоропровод для удаления нечистот и грузоподъ­емник для доставки в виварий материала и оборудования.

Рядом с дезинфекционно-моечным отделением размещаются склад чистого (запасного) инвентаря с клетками, поил­ками, кормушками и т. п., бытовые помещения и санитарный блок (душевая и туалет) для обслуживающего персонала.

В соответствии с существующими санитарными правила­ми, виварий размещается в отдельно расположенном здании или на верхнем этаже лабораторного корпуса. При размеще­нии вивария в лабораторном корпусе он должен быть полно­стью изолирован от всех других помещений.

Помещение для содержания лабораторных животных должно быть теплым, светлым и сухим с центральным отоплением, естественным и искусственным освещением, прину­дительной приточно-вытяжной вентиляцией, подводкой горя­чей и холодной воды.

Полы в виварии делают из водонепроницаемого материа­ла, без плинтусов, с уклоном к отверстиям или желобам, присоединенным к канализации. Стенки покрывают глазурованной плиткой, потолки и двери окрашивают масляной краской.

Правила пополнения вивария новыми животными

Пополнение вивария новыми лабораторными животными проводят из государственных специализированных питомников в сопровождении ветеринарного свидетельства, удостоверяющего, что животные поступают из хозяйства, благополучного по инфекционным заболеваниям, и клинически здоровы. Животных принимают в чистые, заранее продезинфицированные клетки, размещают в карантинном отделении сроком на 3 дня для адаптации к новым условиям. В период карантина за животными ведется регулярное клиническое наблюдение с ежедневной термометрией и регистрацией общего состояния в специальном журнале по приводимой ниже форме.

Для животных, полученных не из государственных питомников, устанавливаются следующие сроки карантинирования: для мышей и крыс—14 дней, для морских свинок и кроликов—21 день.

В целях предупреждения заноса и распространения инфекции в виварии уход и наблюдение за животными, находящимися в карантине, осуществляются персоналом, закрепленным за данным отделением. По этим же соображениям запрещается выносить из карантинного отделения в другие помещения вивария корма, спецодежду и инвентарь.

Чистка и мойка посуды, клеток и другого инвентаря из карантинного помещения производится в общем дезинфекционно-моечном отделении вивария только после предварительного обеззараживания. Методы дезинфекции в каждом конкретном случае определяются соответственно специфике работы учреждения.

В случае появления в карантинном отделении подозрения на инфекционное заболевание животные подвергаются бактериологическому обследованию. При подтверждении инфекции вся поступившая партия животных уничтожается.

При возникновении массовых заболеваний среди животных, находящихся в карантине, или при обнаружении в период экспериментов отдельных случаев инфекционных заболеваний, особо опасных для лабораторных животных, в ви­варии проводится необходимый комплекс профилактических мероприятий. В этих случаях опыты на животных временно прекращаются.

Правила содержания экспериментальных животных в виварии

По истечении карантинного срока животных переводят в экспериментальную секцию. Мышей, крыс, морских свинок и кроликов содержат в клетках, установленных на металлических стеллажах. Грызуны содержатся в клетках со сплошным дном на подстилке или с сетчатым дном-полом. Подстилочным материалом могут служить древесные опилки, стружка, волокнистый торф, мягкая солома. Подстилки заранее автоклавируют или дезинфицируют в сухожаровой печи при температуре 150—180°С в течение 15—20 мин. При размещении животных по клеткам следует исходить из приводимых ниже нормативов (табл. 2).

Примечание. Для примерного определения производственной площади следует исходить из расчета, что 1 см площади дна клетки должен приходиться на 1 г массы животного. Стеллажи размещаются в основном вдоль стен и должны занимать примерно 0,4 м производственной площади.

В каждом отдельном помещении вивария рекомендуется содержать только один вид животных. Если по условиям эксперимента в одной секции совместно содержатся животные разных видов, размещать их следует на разных стеллажах. На каждой клетке с животными вывешивают паспорта, образец которого приводится ниже.

На клетках подопытных животных, которые могут явиться источником заражения человека, укрепляют паспорта яркого цвета. Животные, наиболее опасные в смысле возможности заражения окружающих, содержатся в изоляторе в металлических клетках или стеклянных банках в металлической оправе.

Рис.  Образец этикетки (паспорта)

При уходе за животными, зараженными особо опасными инфекциями, персонал должен надевать два халата, резиновый фартук, нарукавники, резиновые перчатки, маску и галоши.

В заразное помещение разрешается входить только рабочим, обслуживающим животных, и научно-техническим сотрудникам, участвующим в опыте.

Трупы животных, погибших в ходе эксперимента, до вскрытия хранятся в специальном холодильнике (не более суток). Вскрытие животных производится экспериментатором. В случае гибели животного вне зависимости от опыта на вскрытии присутствует представитель вивария. Каждый случай падежа или вынужденного забоя животных фиксируется в специальном журнале по приводимой ниже форме.Таблица 3.

После вскрытия трупы заразных животных сжигают под контролем ответственного лица, выделенного администрацией, трупы незараженных животных сдают утильзаводу в водонепроницаемых металлических ящиках с обязательным оформлением соответствующей документации.

Работа по уходу и содержанию лабораторных животных строится в соответствии с распорядком дня и регламентом работы, утвержденным руководителем учреждения. В распорядке дня предусматривается время на санитарную обработку помещения и оборудования, раздачу кормов и проведение экспериментальных работ и манипуляций.

Клетки для индивидуального содержания кроликов делают обычно деревянными, длиной 75 см, шириной 45-50 см и высотой 50-55 см, с решетчатым полом, под которым должен быть железный приемник (противень). Переднюю стенку клетки обивают металлической сеткой с диаметром ячеек в 2—3 см.

Клетки для морских свинок такие же, как и для кроликов, но несколько меньших размеров (65х55х40 см). В клетках одноярусного содержания обивают сеткой снимающийся верх клетки, а при двухъярусном—одну из боковых стенок.

Клетки для белых мышей делают металлическими, размером 50х40х30 см, вставляемыми в противень, на дно которого насыпают мелкий, сухой торф или опилки. Стенки такой клетки—переднюю (дверка), одну боковую, верхнюю и дно обтягивают мелкой сеткой. Внутри клетки помещается сетчатое гнездо. При очистке клетку поднимают, и все нечистоты через сетку попадают в противень. Для мышей можно применять деревянные клетки того же размера, что и металлические, с сетчатыми передней (дверка) и верхней стенками.

Белых мышей помещают в клетки группами, из расчета 6-8 самок и 1 самец, а для крыс—2-4 самки и 1 самец в каждой. Клетки должны иметь затемненное отделение для устройства гнезда и отдыха белых мышей и крыс.

Клетки располагают на стеллажах, рядами, в один или 2—3 яруса, на расстоянии 40—50 см от пола и стен в целях защиты животных от диких грызунов (крыс, хорьков). Клетки нужно регулярно, не реже одного раза в три дня, очищать и мыть горячей водой. После такой обработки клетки высушивают огнем паяльной лампы, а в летнее время—на солнце. В сырые клетки помещать животных нельзя. Нечистоты из питомника следует удалять немедленно после уборки в специально определенное для этой цели место. Некоторые общие сведения о лабораторных животных мы приводим в виде таблицы 4.

Таблица 4,

Общие сведения о лабораторных животных

Уборка и дезинфекция вивария

Уборку вивария производят ежедневно в утренние часы, придерживаясь определенной последовательности. Начинают с осмотра животных, выявляя заболевших и погибших. Из клеток вынимают кормушки и поилки. Пол каждой клетки чистят веником и металлическим скребком. Находящиеся в клетках кал, остат­ки пищи соскабливают в совок, сбрасывают в металлический бак с плотно закрывающейся крышкой. После чистки каждой клетки скребок обеззараживают, погружая его на несколько минут в банку с дезинфицирующим раствором. Вынутые из клеток кормушки и поилки моют горячей водой с зольным щелоком или содой, а затем обдают кипятком. Переставлять кормушки и поилки из одной клетки в другую нельзя.

Очистив клетки, служитель вивария приступает к уборке помещения вивария: протирает пол, стены и подоконники горячей водой с мыльно-карболовым раствором, 1% раствором хлорамина или другим дезинфицирующим веществом.

Для поддержания чистоты и предупреждения заноса инфекции у входа в каждую комнату вивария кладут плотную мешковину, натянутую на лист железа. Один или 2 раза в день мешковину смачивают 3—5% раствором дезинфектанта.

Работу, связанную с уборкой клеток и помещения, служители вивария производят в специальной одежде: халате, фартуке, косынке и резиновых перчатках.

Периодически, примерно один раз в 2 нед, клетки животных моют горячей водой и дезинфицируют 5% раствором карболовой кислоты или горячим зольным щелоком или прожигают пламенем паяльной лампы в целях профилактики инфекционных паразитарных заболеваний и размножения насекомых.

В период текущей дезинфекции животных пересаживают в чистые, заранее продезинфицированные клетки с подго­товленными подстилками, кормушками и поилками. Освобождающиеся при этом клетки передают для дезинфекции и обработки в дезинфекционно-моечное отделение. Чистка, дезинфекция, мойка клеток, кормушек и поилок производятся рабочими, специально закрепленными за дезинфекционно-моечным отделением.

По окончании уборки весь собранный в виварии мусор (кал, остатки пищи, опилки, сено, солома и т. д.) сжигают или утилизируют, согласуя этот вопрос в каждом конкретном случае с местными органами и учреждениями СЭН.

При работе с инфицированным материалом производится обязательное обеззараживание отходов автоклавированием или обработкой дезинфицирующими веществами. По возможности весь собранный в виварии мусор сжигают в печи

Личная гигиена работников питомника (вивария)

Каждый работник обеспечивается персональной спец. одеждой, спец. обувью, полотенцем, мылом. Для каждого сотрудника должен быть индивидуальный шкаф с двумя отделениями. Одно из них предназначается для хранения в течение рабочего дня домашней одежды и обуви, которые работник вивария обязан снимать, приходя на работу; в другом отделении во внерабочее время находится спецодежда. Индивидуальные шкафы периодически, не реже одного раза в месяц, дезинфицируются.

По окончании каждого этапа работы, а также перед приемом пищи работники вивария должны обязательно мыть и дезинфицировать руки. Для этого в каждой секции вива­рия около раковины умывальника на полках находятся бу­тыли с дезинфицирующими растворами (2% раствор хлорамина). После дезинфекции руки протирают вазелином или детским кремом, чтобы предупредить появление трещин на коже.

По окончании работы персонал вивария обязан пройти обработку в санитарном блоке (принять душ или ванну).

Все лица, принимаемые на работу с лабораторными животными, проходят медицинское обследование, включающее исследование на носительство возбудителей туберкулеза и всей группы кишечных инфекций. В дальнейшем обследования производятся периодически, не реже одного раза в год. Больные туберкулезом, кожными и другими заразными заболеваниями к работе в виварии не допускаются. При проведении на животных экспериментов с возбудителями, опасными для людей, обслуживающий персонал вивария подвергается профилактической иммунизации.

Для всех принимаемых в виварий сотрудников проводится инструктаж по вопросам охраны труда и техники без­опасности, правилам внутреннего распорядка в зависимости от выполняемой работы. Ответственность за проведение инструктажа возлагается на заведующего виварием.

Правила кормления лабораторных животных

В экспериментальных исследованиях правильное содержание и кормление лабораторных животных как до, так и во время опыта имеет очень большое значение.

Нарушение режима и рациона питания, несоблюдение гигиенических мероприятий при кормлении способствуют ослаблению организма животных и повышению их восприимчивости к различным инфекционным и соматическим заболеваниям. Возникновение их в течение опыта может привести к искажению результатов исследования и, следовательно, к неправильным заключениям.

В кормовой рацион нужно вводить все необходимые для животного организма вещества (белки, углеводы, жиры минеральные вещества, витамины и вода). Из концентратов кролики и морские свинки получают пшено, овес, пшеницу, ячмень, горох, чечевицу, вику кукурузу. Суточная норма концентратов: для взрослых кроликов—80 г, для молодняка—60 г, для морских свинок—20—25 г. Желательно давать в суточной норме животным смесь семян нескольких (2—3) культур. Кроликов и свинок можно кормить отходами пищевой промышленности (льняной, подсолнечный и конопляный жмых, пшеничные отруби). Жмых скармливают в запаренном и дробленом виде, а отруби с корнеплодами или жмыхом. Суточные нормы отходов и отрубей—15-20 г для кроликов и 5-10 г для морских свинок.

Из сочных кормов кроликам и свинкам дают хорошо вымытую и наре­занную ломтиками красную морковь (витамин А), репу, свеклу, турнепс и брюкву. Введение в рацион сочных кормов в осенне-зимний период обязательно. Суточная норма корнеплодов для кроликов 100—120 г, для морских свинок—80—100 г. Незаменимым кормом для кроликов и свинок в летнее время является свежая трава и овощная зелень, а зимой—проращенное зерно. Из грубых кормов дают сено хорошего каче­ства, а для кроликов также древесный корм (ветки липы, березы, осины, клена, тополя). Поят животных натуральным (пастеризованным или кипяченым или ацидофильным) молоком и чистой нехолодной водой. Кроликам молоко необходимо не только для молодняка, но и для беременных и кормящих самок.

Белым мышам и крысам дают овес, пшеницу, пшено, ячмень, льняное, конопляное, подсолнечное семя. Во избежание ожирения животных семена масличных культур вводят в рацион в небольших количествах. Суточная норма концентратов: 3—5 г для мышей и 12—15 г для крыс. В корм идут также пшеничный хлеб (кислый ржаной хлеб может вызвать поносы), сухари, каши (овсяная, перловая, пшенная), молодняку—манная каша на молоке. Кроме того, в рацион входят морковь, яблоки—антоновка (последние особенно необходимы при желудочно-кишечных заболеваниях) и зеленые корма (салат, шпинат, морковная ботва).

Ковалевский рекомендует вводить в рацион крысам вареную свеклу и картофельное пюре. Суточная норма хлеба и круп для мышей 3-3,5 г, для крыс—15-20 г, сочных кормов-соответственно 0,5-1 и 2-3 г, зеленых кормов, вымытых кипяченой водой и нарубленных,—2-3 и 4-6 г, молоко натуральное (пастеризованное или кипяченное в течение 4-5 минут) или ацидофильное—в количестве 4-5 г мышам и 6—8 г крысам (часть молока используется для приготовления каш).

Кроме того, ежедневно все животные должны получать поваренную соль: мыши-по 0,01 г, крысы-по 0,07 г (в кашу), свинки-0,1 г, кролики-по 0,5 г (в виде раствора с концентратами) и костяную муку, примерно в таких же количествах. В каждую клетку для мышей и крыс кладут кусок 1-5 г) мела из расчета на 3-4 дня. Для обогащения кормов витаминами в осенне-зимний период дают рыбий жир, сухие облученные дрожжи, томат­ный сок, а свинкам, кроме того, сок черной смородины, настойку шипов­ника (витамин С) и т.п.

Суточная норма рыбьего жира: 0,5 г кроликам, 0,3 г свинкам, 0,2 г крысам и 0,1 г мышам (с концентратами или на хлебе). В качестве подстилки для кроликов применяют солому, торф; для мышей и крыс-мелкое сено.

Кормят и поят животных два раза, а кормящих самок-три раза в сутки, в точно установленное время. Кормушки лучше всего глиняные (из обожженной глины), достаточного веса во избежание перевертывания их животными и удобные для чистки (мойки). Кормушки ежедневно очищают и моют горячей водой. В каждой клетке должно быть по две кормушки: для концентратов и для пойла. Корма задают только свежие.

Заболевания лабораторных животных

Наиболее распространенными заразными заболеваниями лабораторных животных являются пастереллез, паратиф (сальмонеллез), туляремия, инфекционная пневмония, псевдотуберкулез и кокцидиоз.

Пастереллез. Заболевают кролики, морские свинки, мыши и крысы. Свинки болеют чаще в острой форме, а остальные виды — преимущественно в подострой или хронической форме.

Клиника при острой форме: слабость, повышение темпе­ратуры, нервные явления, понос. Смерть обычно через 12—48 часов. В скрытие: кровоизлияния (часто точечные) во всех паренхиматозных органах и на слизистой оболочке гортани и трахеи.

При подострой и хронической форме: учащенное, затрудненное, свистящее дыхание, насморк, кашель, чихание. Болезнь затягивается до двух и более недель. Вскрытие: катаральный или гнойно-катаральный ринит, бронхопневмония (иногда крупозная), серозно-фибринозный плеврит.

Диагноз подтверждается бактериологическим исследованием.

Профилактика: выделение бактерионосителей и проведение санитарных мероприятий.

Паратиф поражает чаще всего крыс и мышей, но возможна передача инфекции морским свинкам и кроликам. Главные разносчики инфекции—животные-бактерионосители. Заболевание протекает в виде септицемии (острая форма) с клиникой поноса (фекальные массы желтовато-зеленоватого цвета), отказа от корма и общего угнетения. Смерть наступает обычно через 24—48 часов. При хроническом течении клинические признаки выражены неясно: апатия, уменьшение аппе­тита, взъерошенность шерсти, понос, у самок часто аборты.

Картина вскрытия при острой форме — увеличение селезенки и мезентериальных лимфатических узлов; слизистая кишечника воспалена, с наличием кровоизлияний и мелких просовидных узелков; при хрониче­ской форме изменения те же, содержимое кишечника слизистое, пенистое, желтоватого цвета. Диагноз устанавливают бактериологическим исследованием.

Профилактика: выявление бактерионосителей путем реакции агглю­тинации (титр 1:200 и выше считается положительной реакцией); карантин в течение 20 суток для вновь поступающих животных, соблюдение зоогигиенических и ветеринарно-санитарных правил.

Туляремия. Заболевают крысы, мыши, реже кролики и морские свинки. При вскрытии обнаруживается увеличение лимфа­тических желез и селезенки с образованием некротических узелков. Такие же изменения находят в печени и в легких, а также подкожные гнойники (осо­бенно у кроликов). Для постановки диагноза необходимо бактериологическое исследование.

Профилактика: приобретение животных из заведомо благополучных хозяйств, обязательный карантин при поступлении живот­ных, периодические ветеринарные осмотры. Больных животных немедленно убивают. Дезинфекция.

Инфекционная пневмония чаще всего поражает морских свинок. Пред-располагающие факторы: скученность, простуда, сырость помещений, отсутствие вентиляции, недостаточность питания, авитаминоз (А и С), бациллоносительство. Клиника: истечение из носовых отверстий, кашель, затрудненное дыхание, хрипы, лихорадка, апатия, истощение, у самок часто аборты. Патолого-анатомическая картина: очаговая гепатизация легких («мраморность»), в грудной полости значитель­ное количество мутного, с примесью фибрина, экссудата, воспаление верх­них дыхательных путей и плевры, увеличение селезенки. При постановке диагноза следует иметь в виду также пневмонии инвазионного и грибкового происхождения. Лечение: подкожно—глюкоза (40%) с 4 мг аскорбиновой кислоты в дозе 0,5—1,5 г в течение 5—6 дней. При­менение антибиотиков, если возможно, и сульфаниламидных препаратов. Профи­лактика: общие зоогигиенические и ветеринарно-санитарные мероприя­тия, изоляция больных, дезинфекция.

Псевдотуберкулез. Чаще заболевают кролики и морские свинки. Возбудитель—палочка псевдотуберкулеза грызунов. Клиника не характер­на: угнетенное состояние, отказ от корма, постепенное исхудание, иногда опухание лимфатических узлов, поносы, параличи. Продолжительность заболевания от нескольких дней до 5—6 недель; смерть от истощения. Вскрытие: поражение паренхиматозных органов, кишечника, иногда мышц, в виде мелких узелков, имеющих лучистую форму серо-белого цвета. Увеличение лимфатических узлов, преимущественно, брюшной полости. Диагноз ставят на основании патолого-анатомической картины и ре­зультатов бактериологического исследования. Меры борьбы: убой больных животных, карантинирование подозреваемых в заражении, дезинфекция.

Кокцидиоз. Чаще всего поражаются кролики. Различают кишечную, печеночную и смешанную формы. Заболевание протекает остро и хронически (последнее чаще у взрослых кроликов, острое — у молодняка). Заражение происходит через корм и воду, загрязненную фекалиями, содержащими зрелые ооцисты кокцидий.

Кролики — постоянные носители и выделители кокцидий, которые, выде­ляясь в виде ооцист с калом, через 2—3 дня созревают и становятся способными к заражению животных.

Клиника: при острой форме — истощение, вздутие живота, понос, кроликов—потеря аппетита, прогрессирующее исхудание, периодическое появление жидкого кала.

При вскрытии — катар слизистой кишечника или наличие в печени белых узелков величиной от булавочной головки до горошины. Диагноз — на основании микроскопического обнаружения ооцист кокцидий. Меры борьбы и профилактика: лечение, создание благоприятных условий содержания животных, сухость в клетках, полноценное кормление, ежедневная чистка клеток, инвентаря, периодическая их дезинфекция, биотер­мическое обезвреживание навоза.

Лабораторные животные могут поражаться спирохетозом (кролики), септикопиэмией, энтеротоксемией, листериозом, рядом глистных инвазий, грибками и накожными паразитами (чесотка, парша, стригущий лишай и др.).

Для более детального ознакомления с затронутым вопросом отсылаем интересующихся к руководству «Содержание мелких лабораторных животных в вивариях».

Подготовка животных к заражению

Перед опытом животное клеймят, взвешивают, определяют, если нужно, его пол, возраст и измеряют температуру тела.

Клеймение кроликов и морских свинок производят при помощи готовых металлических бирок с номерами или наложением тавра татуировочными щипцами.

Металлические номерки имеют заостренные концы, которыми и прокалывают ушную раковину животных с внутренней стороны; на выпуклой стороне уха концы номерков загибаются. Номерки можно приготовить своими силами из нарезанных кусочков мягкой жести.

Номер надписывают жидкостью, состоящей из смеси 5 частей насыщенного раствора медного купороса и 1 части крепкой соляной кислоты. Пишут на металле заостренной палочкой и тотчас же надпись высушивают фильтровальной бумагой.

Перед клеймением татуировочными щипцами ухо внутренней стороны протирают спиртом, накалывают щипцами соответствующий номер, а затем место прокола втирают тушь или спиртовой раствор копоти. В крайних случаях, при острых опытах, можно метить животных путем выстригания шерсти на различных участках тела.

Мышей и крыс метят надрезом ушей или же окрашиванием различных частей тела животного насыщенным раствором пикриновой кислоты (долго сохраняется) или 0,5% спиртовыми растворами анилиновых красок. Этих лабораторных животных можно нумеровать непосредственно во время опыта, пользуясь для этой цели красками, дающими стойкое окрашивание, например насыщенным спиртовым раствором фуксина, насыщенным водным или спиртовым раствором пикриновой кислоты или насыщенным водным раствором перманганата калия. У подопытных животных окрашивают разные части тела. Одной краской, как правило, метят первые 9 номеров. Сочетание двух различных красок позволяет пометить до 100 животных.

Ниже в качестве примера приводится одна из схем нумерации. Метки пикриновой кислоты соответствуют единицам, метки фуксином обозначают десятки. Окрашенные таким образом животные в зависимости от места расположения пятна и его окраски будут иметь следующие условные номера:

левая передняя лапа—No1, левый бок—No2, левая задняя лапа—No3, голова—No4, спина—No5, область крестца—No6, правая передняя лапа—No7, правый бок—No8, правая задняя лапа—No9. Нанесение фук­сина на те же места (вместо пикриновой кислоты) будет означать соответственно: 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90.

При комбинации двух красок может быть получен любой двузначный номер, например: лапа левая передняя (фуксин) + лапа левая передняя (пикриновая кислота)—No11, лапа правая задняя (фуксин) + лапа левая задняя (пикриновая кислота)—No93.

У птиц металлические номера (браслеты) надевают на одну из ножек.

Взвешивание животных производят, смотря по их величине, или в ящике на обычных столовых весах (Беранже), или на весах для взвешивания новорожденных детей (по Метелкину). Мелких животных, например, мышей, взвешивают на ручных (аптекарских) весах с роговыми чашками.

Определение пола.

Общие признаки: самцы крупнее самок по величине и грубее по конституции; передняя часть туловища самцов развита сильнее задней.

Для определения пола у кроликов захватывают их левой рукой за кожу в области шеи вместе с ушами, а другой рукой, оттянув хвост, натягивают свободными пальцами кожу у полового отверстия: у самок обнаруживается щель, сужающаяся к спине, а у самцов открывается круглое отверстие с выступающим из него половым членом. Таким же образом определяют пол у морских свинок. У самцов мышей и крыс расстояние между заднепроходным отверстием и половым значительно длиннее, чем у самок; кроме того, у последних хорошо заметны грудные соски.

Определение возраста у лабораторных животных при отсутствии соответствующих записей довольно трудно. У старых животных редкий, без глянца шерстный покров, длинные когти, тусклый взгляд и темный напет на зубах. Приблизительное определение возраста у нормально упитанных, здоро­вых животных возможно по их живому весу.

Измерение температуры тела у лабораторных животных производится обычным максимальным термометром перед постановкой опыта, а иногда и во время нахождения животного под опытом. Колебания нормальной температуры тела у животных зависят от многих причин: глубины введения термометра в прямую кишку, времени года, суток, пищевого режима и т. д. Нормальной глубиной для введения термометра принято считать 3,5 см. (удобно надевать на определенной высоте термометра резиновое колечко). Установлено, что на глубине 3 см температура тела у морских свинок равна 37,6°, на глубине 4 см 38,3°, а при 7,5 см 39,4°. Для установления нормы рекомендуют предварительное измерение температуры у животных до постановки опыта. Измерение температуры тела у животного следует производить постоянно в одни и те же часы, одним термометром, вводя его на одну и ту же глубину.

Термометр перед введением в прямую кишку дезинфицируется спиртом, вытирается досуха, а затем смазывается (вводимый его конец) вазелином.

Морских свинок для измерения температуры помещают в горизонталь­ное положение на ладонь согнутой в локтевом сгибе левой руки, нажимая большим пальцем на паховую область. Пальцем другой руки производят поглаживание (несколько раз) по шерсти от шеи до симфиза. Спустя несколько секунд морская свинка остается лежать совершенно неподвижно. Термометр вводят в прямую кишку сначала почти вертикально, а затем параллельно линией оси тела животного. Замечают время и следят за столбиком ртути.

Кроликов помещают на колени, охватывают левой рукой с упором головы животного в локтевой сгиб и той же рукой захватывают и поднимают хвост; правой рукой вводят термометр. Или же кролика завертывают в кусок какого-либо плотного материала («пеленают»), подтягивая конечности под живот. Показатели нормальной температуры у лабораторных животных приведены выше, в таблице 4.

Подготовка материала и инструментов для заражения.

Материалом для заражения лабораторных животных в повседневной практике диагностических лабораторий обычно служат эмульсии, приготовленные из различных органов и тканей присланного для исследования материала. Кроме того, материалом для заражения могут быть различные истечения, мокрота, кровь, отделения ран, язв и т. п., полученные от больных. Эмульсии из органов (тканей) обычно готовятся на физиологическом растворе, примерно в соотношении 1:10. Для этой цели берутся небольшие кусочки из наиболее пораженных участков и растираются с физиологическим раствором в стерильной ступке до получения равномерной взвеси. Последняя вводится непосредственно животным или же предварительно фильтруется в простерилизованную посуду через марлю (вату). При наличии трудно растираемого материала добавляют прокаленный песок, и после получения эмульсии фильтруют ее через марлю.

Бактериальную культуру готовят для заражения согласно схеме опыта или инструкции по выделению определенного микроорганизма, что указано в схеме по диагностике диагностики инфекционной болезни. Кроме материала для заражения, следует подготовить белую вату, спирт, заготовить этикетки на клетки подопытных животных, а также заранее простерилизованные маленькие пакетики с ватой и т.д. На этикетках для клеток (банок) указывается фамилия ответственного за данный опыт сотрудника, дата, количество и вид животных, чем привиты, метод прививки и вводимая доза.

Подготовка шприцов к заражению.

Для обеспечения безопасности при заражении животных разработаны специальные методические приёмы, включающие в себя:

·

Шприцы должны отвечать следующим требованиям: поршень должен плотно входить в цилиндр, не выпадать из него, свободно двигаться в нём, не пропускать набранную для контроля воду за поршень, цилиндр не должен иметь трещин.

При сборке шприца после проверки иглы на проходимость, определяют притёртость иглы к канюле цилиндра – шприц насухо вытирают стерильным ватным тампоном, наполняют через иглу водой из стерилизатора, воду под большим давлением выпускают и проверяют место насадки иглы – отсутствие капель в этом месте свидетельствует о правильной сборке шприца, плотной притёртости иглы к канюле и пригодности его к работе с инфекционным материалом. Наполнение шприца инфекционным материалом проводят над ёмкостью с дезраствором. При наполнении шприца следует избегать попадания в него пузырьков воздуха. Пузырьки воздуха из шприца с инфекционным материалом удалять категорически запрещается. Вводить животным материал с пузырьками воздуха не рекомендуется, т.к. это может повлечь за собой образование капель при извлечение иглы после заражения. В этом случае инфекционный материал следует выпустить в тампон, погружённый в дезраствор, шприц разобрать и поместить в ёмкость для кипячения. Для дальнейшего заражения использовать запасной шприц. Шприц с инфекционным материалом следует держать над ёмкостью с дез. раствором горизонтально между указательным и средним пальцем снизу и большим пальцем сверху, не касаясь поршня.

Разборка шприцов после заражения проводится над ёмкостью, предназначенной для кипячения последних. Для предотвращения разбрызгивания при разборке шприц должен быть опущен в ёмкость иглой вниз. Осторожно пинцетом последовательно снимается и опускается игла, поршень и цилиндр. Пинцет после разборки опускают в стакан со спиртом. При наличии в шприце остатков инфекционного материала его перед разборкой шприца выпускают в тампон, погружённый в дез. раствор.

Инструменты тотчас после окончания инъекции разбираются (шприцы) и вновь кипятятся 10 минут и больше (в зависимости от прививочного материала). Инструменты после кипячения вытирают досуха и хранят в коробках в шкафу. Иглы после кипячения необходимо тщательно продуть, затем вставить мандрен, т. е. нержавеющую латунную проволочку. Стальные иглы (с мандренами), в целях предохранения их от ржавчины, можно хранить также в насыщенном на холоду и профильтрованном растворе буры или же в жидкости следующего состава: карболовая кислота (жидкая) 0,3 мл + сода двууглекислая 1,5 г + формалин  2 мл + дистиллированная вода 100 мл.

Фиксация, методы заражения и взятия крови у лабораторных животных

Фиксация животных. При заражении лабораторных животных применяют различные, в зависимости от вида животных и метода введения материала, способы фиксации. Для этой цели предложено довольно большое количество всякого рода станков, досок-фиксаторов и т.п., но в обычной диагностической работе вполне можно обойтись без подобных приспособлений.

Исключение составляет только заражение кроликов в мозг или под твердую мозговую оболочку, когда необходим фиксирующий столик.

В обычных условиях фиксация животных производится следующим образом. Кроликов помещают на стол в левом боковом положении, головой вправо от оператора. В этот момент фиксируют кролика правой рукой за кожную складку на спине; левую же руку ладонью вверх подводят под жи­вот кролика, ближе к задним конечностям. Затем захватывают между ука­зательными средним пальцами левое бедро (возможно выше), а большой па­лец охватывает тело животного со стороны правого паха. Приподняв заднюю часть животного и, освобождая правую руку, подводят ее (ладонью вверх) под грудную клетку позади передних конечностей. Затем захватывают указательным и средним пальцами выше локтя левую ногу, а большим пальцем охватывают грудь в области правой подмышки так, чтобы правая нога была вынесена вперед. После этого кролика снимают со стола и вытягивают во всю длину.

Для внутривенных инъекций удобнее всего завертывать («пеленать») кролика в кусок плотного материала, предварительно подогнув ему ноги под живот; голову кролика оставляют свободной. Животное при этих способах фиксации держит помощник.

Для этой цели существуют также специальные закрытые ящики (боксы) с отверстием только для головы.

Туловище кролика плотно зажимают между коленями или прижимают локтем левой руки, оставляя свободной для проведения необ­ходимых манипуляций голову животного, повернутую вправо.

Фиксация головы кролика. Для этого удобно пользоваться боксом (рис.8), имеющим вид ящика с верхней выдвижной крышкой. Передняя стенка ящика состоит из двух частей: укрепленной неподвижно нижней, и выдвигающейся верхней. Посередине передней стенки имеется круглое отверстие диаметром 5 см, состоящее из двух половин: одна половина вырезана на нижней, другая—на верхней выдвигающейся части передней стенки. Через это отверстие выводят наружу и фиксируют голову кролика. В задней части ящика с внутренней стороны на обеих боковых стенках набито по нескольку вертикальных планок, между которыми находятся пазы. Вставляя вертикально фанерную дощечку в тот или иной паз, можно увеличивать или уменьшать длину бокса.

Рис. 8. Бокс для фиксации головы кролика.

Длина бокса 40 см, ширина 15 см, высота 15,5 см (высо­та нижней передней стенки 9 см, верхней—6,5 см). Фиксация кролика в боксе описанной конструкции осуществляется следующим образом. Выдвигают верхнюю крышку бокса и вынимают верхнюю половину передней стенки. В ящик сажают кролика так, чтобы шея его проходила через выемку нижней половины передней стенки, после чего голову живот­ного фиксируют, опуская на нее верхнюю половину передней стенки. В один из пазов вдвигают фанерную дощечку; ограничивая тем самым возможность движений кролика в ящике, а затем закрывают верхнюю крышку, которая фикси­рует подвижную часть передней стенки.

Фиксация кролика и других лабораторных животных (морские свинки, крысы) в лежачем положении на спине или животе.

Для фиксации кроликов и других животных (морские свинки, крысы) в лежачем положении на спине или животе пользуются специальными станками. Наиболее просто устроенный станок представляет собой обычную доску на низких ножках, по размерам соответствующую тому или другому виду животного. На ребрах боковых сторон доски имеется по 2 крючка или петли. У одного из узких краев находится приспособление для фикса­ции головы животного—головодержатель. Он представляет собой надеваемое на голову животного кольцо, соединенное со штативом. При помощи винтов высоту кольца на стойке штатива можно регулировать.

Животное кладут в удобном для опыта положении, спи­ной или животом кверху. Все 4 лапы продевают в петли, сделанные из бинта, которые затем плотно затягивают. Свободные концы тесемок из бинта (в первую очередь от передних лап и во вторую—от задних) привязывают к крючкам или петлям доски. Фиксацию животного к станку производят с помощником.

Фиксация морской свинки руками. Морскую свинку брюшком кверху или наружу (рис. 9) берут левой рукой так, чтобы II палец находился под шеей, а I и III пальцы—под передними конечностями животного. Правой рукой свинку поглаживают по животу до тех пор, пока она не успокоится, и только после этого приступают к намеченной операции, придерживая задние лапы животного правой рукой.

Рис. 9. Фиксация морской свинки руками

Фиксация крыс. Складку кожи в области затылка захватывают корнцангом, плотно прижимая голову животного к поверхности стола. Другой рукой берут хвост крысы и, приподняв ее над поверхностью стола, держат в таком положении, чтобы голова слегка оттягивалась корнцангом (рис. 10).

Рис.  10. Фиксация крысы корнцангом

Фиксация мышей. Мышь пускают по столу, придер­живая ее I и II пальцами правой руки за кончик хвоста. Когда, продвигаясь в каком-либо направлении, мышь натянет хвост, быстрым движением левой руки хватают ее за складку кожи в области затылка, ближе к ушам, чтобы она не могла поворачивать голову (рис. 11, а). Подняв мышь над столом, помощник держит ее на весу одной рукой за хвост, другой—за складку кожи на затылке, несколько растягивая в положении, удобном для экспериментатора.

Работать с мышами можно и без помощника, фиксируя их левой рукой: I и II пальцами левой руки животное захватывают за складку кожи в области затылка, а остальными 3 пальцами, прижав их к запястью, придерживают хвост и кожу в области крестца (рис. 11, б). При таком способе фиксирования правой свободной рукой можно производить различные операции.

Способы заражения

В зависимости от цели исследования пользуются различными способами заражения: внутрикожным, подкожным, внутримышечным, внутрибрюшинным, внутривенным, пероральным или интраназальным и др. При перечисленных способах, за исключением перорального и интраназального, заражение осуществляется с помощью шприца.

Взвесь микробной культуры, эмульсию из зараженных органов или кровь больного осторожно набирают в шприц, после чего конец иглы закрывают кусочком ваты, смоченным 5% раствором хлорамина, 5% раствором карболовой кислоты или спиртом. Повернув шприц иглой кверху, осторожно выпускают из него пузырьки воздуха. Загрязненную вату бросают в банку с дезинфицирующим раствором.

Наркоз лабораторных животных

Для наркоза чаще всего применяют эфир или хлороформ. Мышей усыпляют в банке с притертой пробкой, куда опускают кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом.

Эфиром чаще всего пользуются для наркоза мышей, крыс, морских сви­нок, кроликов и собак. Кошек обычно наркотизируют хлороформом, но можно пользоваться для этой цели смесью спирта с хлороформом и эфиром (в равных объемах).

Применяют также 10% раствор уретана под кожу в дозах: для мышей—0,15 мл, для крыс—2-3 мл, для морских свинок—1,5-3 мл и для кроликов—8-12 мл. Наркоз наступает обычно через 45—60 минут. Несомненно, существуют и более современные схемы и препараты для обезболивания и наркоза лабораторных животных.

Внутрикожный метод

При этом способе применяют тонкие (No18-20) острые иглы с небольшим скосом.

После тщательного выстригания или бритья место инъекции протирают спиртом, захватывают пальцами левой руки кожную складку, в которую и вводят, почти параллельно складке, очень тонкую иглу. При попадании в кожу материал поступает только при довольно сильном надавливании на поршень шприца и образует на месте инъекции возвышение эпидермиса в виде пузырька (горошины). Если такого пузырька не образовалось, значит введенный материал попал не в толщу ко­жи, а в подкожную клетчатку. Материал внутрикожно вводят в небольших количествах (0,1— 0,2 мл).

Иногда исследуемый материал втирают в неповрежденную или скарифицированную кожу, соответствующий участок которой предварительно освобождают от шерсти, обрабатывают спиртом и хорошо высушивают. Скарификацию кожи производят скальпелем, оспенным пером или хирургической иглой путем нанесения насечек, царапин. Материал (1—2 капли) втирают стеклянной палочкой или шпателем в недоступных слизыванию местах.

Подкожный способ заражения

Кожу в месте введения материала берут у ее основания, приподнимают I и II пальцами левой руки. Иглу шприца вкалывают снизу образовавшейся складки. Проколов кожу и пройдя вглубь на несколько миллиметров, иглу отклоняют вправо или влево и затем медленно вводят материал, содержащийся в шприце. Изменять направление иглы под кожей рекомендуется для того, чтобы введенное вещество не выступало через прокол кожи наружу. Затем складку кожи опускают, на место укола накладывают ватный тампон, смоченный спиртом или спиртовым раствором, а иглу быстро вынимают. Наиболее удобными местами для подкожного введения материала у кроликов и морских свинок являются область спины и боковые поверхности несколько ниже подмышечных впадин, у крыс и мышей-область спины, крестца и затылка. Количество жидкости, вводимой подкожно, не должно превышать 30 мл для кроликов, 15 мл — для морских свинок, 10 мл—для крыс и 1 мл — для мышей.

Внутримышечный способ заражения

Выбирают участок тела с наиболее развитым мышечным слоем. У кроликов, морских свинок, крыс и мышей таким местом является на­ружная верхняя треть бедра задней лапы. Захватывают I и II пальцами левой руки толстую мышечную складку и вводят иглу почти под прямым углом в глубь мышц. Объем жидкости, допустимый для внутримышечного введения, со­ставляет для кроликов 8 мл, для морских свинок-5 мл, для крыс-3 мл, для мышей-0,5 мл.

Внутрибрюшинный способ заражения

Помощник держит животное вниз головой. В этом положении кишечник смещается в сторону диафрагмы, что в значительной мере уменьшает возможность его повреждения в момент прокола. У животных (за исключением мышей) в нижней трети живота, несколько отступя от средней линии, делают скальпелем или остроконечными ножницами надсечку кожи длиной 2—3 мм и через нее вводят притупленную иглу, держа шприц перпендикулярно к брюшной стенке. Преодолевая сопротивление, очень осторожно, буравящими движениями иглу продвигают вглубь. Чувство «провала», исчезновение ощущения сопротивления на пути говорят о проникновении иглы в брюшную по­лость. После этого иглу переводят в вертикальное положение и вводят содержащийся в шприце материал в полость брю­шины. Внутрибрюшинно можно вводить до 30 мл жидкости кроликам, до 10 мл—морским свинкам, до 5 мл—крысам, до 2 мл— мышам.

Внутривенное заражение кроликов

Кроликов заражают в краевую вену уха. Вдоль наружного края уха выщипывают шерсть, затем это место слегка пощелкивают кончиками пальцев, чтобы вызвать гиперемию сосудов, и протирают ватой, смоченной в 70% спирте или ксилолом.

Но многократное применение ксилола не рекомендуется ввиду сильного раздражения кожи. После обработки кожи ксилолом его необходимо снять с поверхности. После явного набухания вены под ухо подводят II палец левой руки. Прокол вены следует делать ближе к верхушке уха, так как при частых уколах возможна облитерация сосуда в этом месте, но проксимальный участок вены остается неповрежденным. Чтобы удостовериться, правильно ли введена игла, вводят сначала небольшое количество материала. При нахождении иглы в полости вены материал вводится свободно, в противном же случае жидкость из шприца вытекает с трудом, а на ухе в месте введения образуется вздутие. Если игла не попала в вену, ее вынимают и вводят повторно в другое место, ближе к основанию уха. По окончании введения нижний участок вены слегка придавливают, а к месту укола прикладывают кусочек стерильной ваты, смоченной спиртом или спиртовым раствором йода, после чего из вены извлекают иглу. Внутривенно кроликам можно вводить до 20 мл жидкости.

Внутривенное заражение крыс и мышей

Крыс и мышей заражают в боковую вену хвоста. Непосредственно перед введением материала хвост животного, чтобы вызвать гиперемию сосудов, погружают в сосуд с водой, подогретой до 50°С, смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды заметно набухают, корень хвоста сдавливают пальцами. Для введения материала лучше всего пользоваться туберкулиновыми иглами, очень тонкими и короткими, с косым срезом. При введении иглы в вену шприц держат под острым углом, почти параллельно оси хвоста. Иглу повертывают отверстием наружу. Корень хвоста освобождают от сдавливания. Как и в предыдущем случае, нахождение иглы в вене определяют по легкости введения материала и отсутствию заметного уплотнения в месте, где находится игла. Взрослым белым крысам допускается вводить до 6 мл жидкости, мы­шам—до 0,5 мл.

Заражение через пищеварительный тракт

Заразить животное через рот можно двумя способами. Материал, предназначенный для заражения, примешивают к корму или питью животного. Такой способ является наиболее простым и естественным, однако, в лабораторной практике применение его ограничено, поскольку количество материала, попадающее в организм заражаемого животного, не подлежит точному учету. Поэтому значительно чаще материал, предназначенный для заражения, вводят животному шприцем, игла которого имеет незначительный изгиб и утолщение на конце в виде оливы. Наличие изгиба допускает введение иглы в пищевод животного. Диаметр иглы для мышей должен быть не более 1 мм, для крыс-1,5 мм, длина, соответственно, 35-45 и 70-75 мм.

Крыс и мышей фиксируют перед заражением в вертикаль­ном положении: одной рукой помощник держит животное за складку кожи на затылке, около ушей, другой-за корень хвоста. Животным открывают рот браншами пинцета, встав­ляя их между нижней и верхней челюстями. Иглу, введенную в рот, продвигают по задней стенке глотки на глубину 1 см у мышей и 2-2,5 см у крыс.

На указанной глубине игле придают вертикальное положение. Процесс введения иглы, как правило, затруднений не представляет, конец ее проникает непосредственно в желудок или нижний отдел пищевода. Количество материала, вводимого за один раз в желудок мышей, должно быть не более 1 мл, взрослым крысам-не более 3,5 мл (рис. 12).

При пероральном введении жидкостей мелким лабораторным удобнее пользоваться полихлорвиниловой трубкой, представляющей собой наружную оболочку одного провода многожильного телефонного кабеля, из которого удален проводник.

Длина трубки 15-17 см, наружный диаметр 1-1,5 мм, такой эластический зонд при незначительном усилии легко проникает из полости рта в пищевод и желудок животного, не требуя строгого ограничения глубины введения, так как даже при излишне глубоком введении стенки желудка не повреждаются.

Вводимая жидкость дозируется с помощью шприца, на со­сок которого надевают эластический зонд, внутренний просвет которого 0,5—0,7 мм.

Морских свинок и кроликов перед заражением per os фиксируют в нормальном для животного положении. Удобнее всего завернуть их в полотенце и посадить к помощнику на колени.

Заразный материал вводят через эластический зонд. Для этой цели обычно выбирают катетер из наиболее мягкой и эластичной резины длиной 7,5—8 см и толщиной не более 0,3—0,5 см.

Рис.  12. Заражение через пищеварительный тракт

Перед введением зонда в рот животному вставляют роторасширитель или, как его называют, «зевник», который представляет собой дощечку с круглым отверстием в середине. Ширина дощечки для кролика равна 2 см, для мор­ской свинки -1 см. Через отверстие вставленного в рот «зевника» осторожно вводят в пищевод зонд, смазанный вазелином или глицерином. Для того чтобы облегчить введение зонда, животному вливают пипеткой в рот несколько капель воды, вызывая глотательные движения, во время которых зонд легко, без внешнего воздействия продвигается в глубь пищевода. Наружный конец введенного зонда присоединяют к шприцу, наполненному материалом, который вводят в же­лудок медленно в количестве 2,5—3,5 мл морским свинкам и 3,5—5 мл кроликам.

Заражение через дыхательные пути (интраназальное заражение)

Животному, фиксированному на доске, прикладывают к носу кусочек ваты, смоченной эфиром или хлороформом. К заражению приступают после того, как у животного появится состояние легкого наркоза. Зараженный материал с помощью шприца вводят в нос небольшими каплями на глубину 1—1,5 мм мышам, 2—3 мм крысам, 4 мм кроликам и морским свинкам. Чтобы не поранить слизистые оболочки, для введения материала берут абсолютно тупую иглу.

Заражение в переднюю камеру глаза (интраокулярный метод)

Производится обычно у кроликов под местной анестезией глаза. Затем фиксируют глазное яблоко путем захватывания складки конъюнктивы (кнаружи от верхнего края роговицы) глазным пинцетом. После этого тонкой иглой, смоченной исследуемым материалом, протыкают роговицу у лимба в очень косом направлении и проникают в переднюю камеру глаза на глубину не менее 1 мм. Иглу тотчас же вынимают, а ранка закрывается сама по себе. При правильном введении иглы вытекания влаги из передней камеры быть не должно. Можно также после прокола роговицы продвинуть иглу в центральном направлении до тех пор, пока из просвета иглы не покажется жидкость. Выпустив несколько капель влаги передней камеры глаза, иглу соединяют со шприцем и вводят исследуемый материал (не более 0,05 мл).

Внутримозговой метод (интрацеребральный)

Применяется чаще у кроликов, крыс и мышей. Техника введения материала кроликам та же, что и при тральном методе, только инъекция производится прямой иглой через твердую мозговую оболочку непосредственно в толщу мозгового вещества.

Доза вводимого материала-0,2-0,3 мл. При отсутствии инструментов для трепанации можно произвести заражение в мозг путем прокола черепа через кожу, иглой шприца, несколько сбоку от средней линии в области затылочного бугра. Применяют также после разреза кожи прокол черепа острой канцелярской кнопкой с последующим введением в отверстие иглы шприца.

Кроликов можно также заражать в мозг через sulcus supraorbitalis (без трепанации).

Техника следующая: оператор пригибает к столу левой рукой голову фиксированного помощником животного, а правой производит укол короткой (4-5 мл длины) иглой в заранее прощупанную борозду. Направление при проколе должно быть несколько наклонное к средней линии, а не­вертикальное (опасность попадания в глазницу). Место укола предварительно выстригают и обрабатывают йодной настойкой. При проколе кожа смещается от середины к sulcus supraorbitalis; после прокола черепное отверстие закрывают кожей. Способ очень удобный и быстрый, животные переносят операцию без наркоза.

У белых мышей и крыс техника внутримозгового введения следующие: животное фиксируют в левой руке, кожу головы оттягивают большим и указательным пальцами к затылку, а мизинцем и безымянным удерживают хвост. Прокол производят через кожу в область темени, латеральне средней линии; место укола предварительно обрабатывают настойкой йода. Материал вводят медленно, во избежание резкого повышения внутричерепного давления.

Внутриплевральный метод

Укол производят с правой стороны в межреберное пространство короткой, тупой иглой.

Содержание животных под опытом

После заражения лабораторные животные носят название «подопытных» животных. Их содержат в особом, изолированном от питомника помещении при лаборатории. Технический персонал вивария обязан обо всех случаях заболевания или падежа немедленно сообщать специалисту, проводившему прививки данным животным. Врач и лаборант ежедневно наблюдают за состоянием привитых ими животных, а также проводят клинические исследования.

Взятие крови у лабораторных животных и ее обработка

Небольшое количество крови получают у кроликов и морских свинок из вен уха, у мышей и крыс—из вен хвоста, а большие количества — из сердца. В особых случаях прибегают к полному, или тотальному, обескровливанию, после которого животное погибает.

Для пункции сердца животных фиксируют к доске брюшком кверху. Шерсть в области груди тщательно выстригают, кожу обрабатывают спиртовым раствором йода и после этого приступают к проколу, который в зависимости от вида животного имеет некоторые различия.

Пункция сердца кроликов. Определяют II пальцем, обработанным спиртом и смазанным спиртовым раствором йода, сердечный толчок, т. е. точку наиболее сильно выраженной пульсации сердца. Обычно она прощупывается в третьем межреберье. Прокол грудной клетки делают в области сер­дечного толчка на расстоянии 2—4 мм от левого края грудины; иглу ведут в направлении к средней линии на глубину 2—2,5 см. При попадании иглы в полость сердца рука, в которой находится шприц, начинает ощущать ритмичные толчки, связанные с пульсацией сердца и приподнимающие иглу. Поршень шприца легко выдвигается наружу и в цилиндре его тотчас появляется кровь. Взятие крови должно производиться по возможности быстрее во избежание ее свертывания. По этой же причине шприц и иглу рекомендуется промывать перед опытом стерильным раствором цитрата или оксалата натрия. Взяв необходимое количество крови, быстрым движением, без рывка, вынимают иглу и на месте укола накладывают ватный тампон, пропитанный спиртовым раствором йода. Животному подкожно вводят подогретый до тем­пературы тела стерильный изотонический раствор хлорида натрия или глюкозу в количестве, равном двойному объему взятой крови. Пункцией сердца можно получить у кролика 25—30 мл крови.

Пункция сердца у морских свинок. Кончиками III—IV пальцев левой руки нащупывают сердечный толчок, в направлении которого вертикально на глубину 1,5—2 см вка­тывают иглу, отступя на 1—2 мм от левого края грудины. У морских свинок можно получить таким образом 10—12 мл крови.

Пункция сердца у крыс. Как и в предыдущих случаях, пальпаторно определяют место сердечного толчка. На 1 см выше от установленной точки и на 1—2 мм левее от края гру­дины делают прокол на глубину 1,5—2 см, держа иглу вер­тикально. Одномоментно у крыс можно получить 6—8 мл крови.

Тотальное обескровливание кролика. Вскрывают одну из сонных артерий, расположенных по обеим сторонам трахеи. Для получения стерильной крови руки оперируемого должны быть тщательно вымыты и обработаны спиртом или спиртовым раствором йода, все инструменты предварительно необходимо простерилизовать.

Подготовленного для кровопускания кролика привязывают станку брюшком кверху, фиксируя голову кольцом к штативу. Шерсть на шее тщательно выстригают, кожу дезинфицируют. К носу животного прикладывают кусочек ваты, смо­ченной эфиром. После того как наступит состояние наркоза, скальпелем делают разрез по средней линии шеи и разводят края раны пинцетом. Сонные артерии проходят по бокам трахеи в яремном желобке между веной и нервом. Сверху артерия прикрыта грудино-подъязычной и грудино-щитовидной мышцами. Поэтому для обнаружения нервно-сосудистого пучка эти мышцы разделяют тупым концом скальпеля или браншами пинцета. Артерию освобождают от окружающей соединительной ткани и подводят под нее две лигатуры. Ближай­шую к головке лигатуру завязывают двойным узлом, позади второй лигатуры на расстоянии 0,3—0,5 см накладывают пеан. Между лигатурой и пеаном маленькими остроконечными ножницами делают продольный разрез сосуда длиной не бо­лее 1,5—2 мм, вставляя в него канюлю (стеклянную трубочку с оттянутым капилляром, кончик которой скошен и хорошо оплавлен). Кончик вставленной канюли укрепляют второй лигатурой. После этого под резиновую трубку, надетую на расширенную часть канюли, подставляют пробирку или фла­кон и снимают пеан с артерии, чтобы кровь могла вытекать свободно. Обескровливание морских свинок про­изводят так же, как и кроликов.

Взятие крови из вены уха кролика.

Для получения крови из краевой вены нужно, прежде всего, вызвать гиперемию уха, потирая его ладонями рук и слегка ударяя кончиками паль­цев. Затем вдоль наружного края уха удаляют пушок и про­тирают ватой, увлажненной 70% спиртом. Если в результате всех перечисленных процедур сосуды не инъецируются, ухо смазывают ксилолом или толуолом. После того как сосуды набухнут и четко обозначатся на поверхности ушной ракови­ны, наружную поверхность ее покрывают тонким слоем жид­кого парафина (во избежание быстрого свертывания крови) и делают прокол вены.

Для получения небольшого количества крови (менее 1 мл) прокалывают одну из небольших периферических ветвей, а для получения больших объемов крови (5—10 мл) вскрывают краевую вену уха. С этой целью иглу шприца вводят в вену почти параллельно поверхности уха, чтобы не повредить про­тивоположную стенку вены. При проколе вены иглой шприца кровь, как правило, выходит отдельными каплями с боль­шими интервалами, и кровотечение прекращается быстро. Для того, чтобы вызвать обильное кровотечение, нужно сде­лать ранку с рваными краями. С этой целью пользуются об­ломком тонкого капилляра пастеровской пипетки. При таком способе прокола из уха кролика получают до 30 мл крови. После взятия крови к проколу вены прикладывают на 2—3 минуты кусочек сухой стерильной ваты, не нажимая сильно на стенку сосуда, так как при этом кровотечение может усилиться. Если кровотечение долго не прекращается, хорошие ре­зультаты дает нанесение на ранку нескольких капель пе­рекиси водорода.

Взятие крови из вен у морских свинок, крыс и мышей. У морских свинок кровь в количестве 0,3—0,5 мл получают после нанесения насечек на край уха или прокола мягких по­душек лапы.

У белых крыс и мышей для получения 1—3 капель кро­ви приходится прибегать к ампутации кончика хвоста пос­ле продолжительного прогревания его в воде температуры 45—50°С или протирания ксилолом. Взяв кровь, рану прижигают перекисью водорода.

Есть способ, позволяющий получить у крыс 0,5—1 мл крови из венозного сплетения, ле­жащего в орбите, позади глазного яблока. Взятие крови про­изводят стеклянной пипеткой с оттянутым капилляром (на­ружный диаметр 0,6 мл), острие которого сточено под уг­лом 45°.

Животное берут I и II пальцами левой руки со стороны спины за шею и слегка сдавливают с боков, вызывая легкое выпячивание глаз. Вращательным движением пипетки дела­ют прокол конъюнктивального мешка в медиальном углу гла­за между глазным яблоком и орбитой. После прокола пипет­ку ведут в направлении гортани на глубину 4—5 мм. Попа­дание в венозное сплетение сопровождается заполнением ка­пилляра пипетки кровью.

Получение дефибринированной крови. Кровь животного сливают в стерильную колбу со стеклянными бу­сами и непрерывно в течение 10—15 мин встряхивают. В ре­зультате встряхивания находящийся в крови фибрин выпада­ет в осадок, обволакивая бусы, а дефибринированная кровь, слитая в другую колбу или пробирку, утрачивает способ­ность свертываться.

Приготовление взвеси эритроцитов. Для ос­вобождения от пленок фибрина дефибринированную кровь фильтруют через трехслойный марлевый фильтр. Фильтрат наливают в центрифужные пробирки и центрифугируют при 2000—3000 об./мин. в течение 10—15 минут. Эритроциты оседают на дно пробирки, а прозрачная, слегка желтоватого цвета плазма образует надосадочный слой. После центрифугирова­ния уровень жидкости в пробирке отмечают карандашом, от­сасывают плазму пастеровской пипеткой, эритроциты промы­вают, доливая до метки стерильный изотонический раствор хлорида натрия, и вновь центрифугируют. Промывание эрит­роцитов с добавлением свежего раствора производят 2—3 разa, чтобы последняя порция промывной жидкости была бес­цветна.

Из промытых эритроцитов готовят 3% или 5% взвесь, прибавляя к 3—5 мл эритроцитов соответственно 97—95 мл изо­тонического раствора хлорида натрия (для получения мень­ших количеств взвеси объемы обоих ингредиентов уменьша­ют в одинаковое число раз).

Взвесь эритроцитов можно хранить в холодильнике при температуре 3—4°С в течение 5—6 дней.

Приготовление сыворотки крови. Кровь, со­бранную в стерильную пробирку, закрывают ватно-марлевой пробкой, ставят на 20—30 мин в термостат или водяную ба­ню, отрегулированную на 37°С, так как в тепле кровь свер­тывается быстрее и лучше. Во время свертывания сгусток крови обычно прилипает к стенкам пробирки. Поэтому после взятия пробирок из термостата сгусток отделяют от стенок пробирки круговым движением капилляра стерильной пасте­ровской пипетки или стеклянной стерильной палочкой.

После отделения сгустка сыворотку ставят в холодильник при температуре 3—4°С. В течение 3—4 ч сыворотка обычно отделяется полностью, и ее можно отсосать стерильной пасте­ровской пипеткой. Для того чтобы во время отсасывания со­держимое пробирки было хорошо видно, пастеровскую пи­петку соединяют со стеклянной трубкой — «мундштуком» (ре­зиновая трубка длиной 20—25 см). При отсасывании кончик пипетки не должен соприкасаться со сгустком крови, чтобы в сыворотку не попали эритроциты.

Окрашенную в розовый цвет сыворотку центрифугируют при 2000—3000 об./мин. в течение 10—15 мин для осаждения форменных элементов крови.

При взятии крови вскоре после кормления животных, а также при повторных кровопусканиях с короткими интерва­лами возникает иногда липемия, т. е. появление избытка жи­ровых веществ в крови. Сыворотки, получаемые во время липемии, бывают мутные (хилезные), иногда опалесцирующие, и это очень затрудняет чтение диагностических реакций, осо­бенно реакции преципитации. Во избежание получения мут­ных сывороток кровь у животных берут натощак. Просветле­ние липемической плазмы наступает также при введении в кровеносное русло животного гепарина, способствующего по­вышению концентрации в крови фермента, называемого фак­тором просветления. С этой целью кроликам весом 2—2,5 кг в краевую вену уха вводят за 1—1,5 ч до обескровливания 60 мг гепарина.

Форменные элементы из крови удаляют центрифугирова­нием. В слитой с осадка плазме через короткое время после центрифугирования образуется сгусток фибрина, который уп­лотняется при перемешивании крови стеклянной палочкой. Затем этот сгусток удаляют. В некоторых случаях фибрин из плазмы выпадает не полностью. Для удаления остатков фиб­рина и выявления полноты его удаления к сыворотке при­бавляют несколько капель тромбина. Освобожденную от фиб­рина сыворотку фильтруют через асбестовые фильтры. Полу­ченная таким способом сыворотка совершенно прозрачна и не имеет признаков опалесценции.

Приготовление цитратной крови. Полученную из сердца или вены кровь сливают в пробирку с 5% раство­ром цитрата натрия (10 мл крови, 1 мл цитрата натрия). Цитратная кровь не свертывается.

Приготовление плазмы крови.

Цитратную кровь ставят на 18—20 ч в холодильник или подвергают центрифу­гированию. В результате над осадком эритроцитов образуется прозрачный слой жидкости желтоватого цвета—плазмы.

Умерщвление и вскрытие лабораторных животных

В лабораторной практике приняты способы умерщвления, которые характеризуются простотой приемов и вызывают быструю, безболезненную смерть животного. Мышей, крыс, морских свинок по­мещают в стеклянную, плотно закрывающуюся банку с ку­сочком ваты, пропитанным хлороформом или эфиром. Жи­вотные засыпают и гибнут в течение 3—5 минут. Кроликов умерщвляют посредством воздушной эмболии. Для этого в краевую вену уха по направлению к его основанию вводят иглу шприца. Появление капельки крови свидетельствует о том, что игла находится в вене. После этого иглу соединяют с пу­стым 10-граммовым шприцем, поршень которого вытянут до конца. При надавливании на поршень в кровеносную систему животного поступает находящийся в цилиндре шприца дух, вызывая эмболию и быструю смерть.

Вскрытие животных

Трупы лабораторных животных вскрывают с целью выяснения причин гибели, выделения вве­денного возбудителя, выявления механизма распространения микробов в организме и места их локализации, изучения патологоанатомических изменений, наступающих в результате перенесенной инфекции. Вскрытие трупов животных произво­дят стерильными инструментами, соблюдая правила асеп­тики.

На столе должны находиться стакан, наполненный до по­ловины спиртом, стерильные ножницы, скальпель, анатомиче­ские и хирургические пинцеты, бактериальная петля, стериль­ные чашки Петри, пробирки и чашки с питательными среда­ми, стерильные пастеровские пипетки, предметные стекла, сте­рильный изотонический раствор хлорида натрия, банка с дез­инфицирующим раствором, ватные тампоны, спички и горелки (спиртовая и газовая). Вскрытие трупов следует производить таким образом, чтобы предупредить внесение микро­организмов с поверхности в глубину тканей, а также перенос микробов из одного органа в другой. С этой целью рекомен­дуется вскрывать животных в агональном состоянии, усыпив их эфиром, или тотчас после наступления смерти, так как в ближайшие часы после нее проницаемость тканей нарушается, и бактерии из одного органа могут проникнуть в другой. Особую опасность в этом отношении представляет кишечник, со­держимое которого изобилует микробами.

Труп животного брюшком кверху кладут на деревянную доску или лоток с пластинкой застывшего парафина, растяги­вают пинцетом все 4 лапы и в таком положении фиксируют их булавками или небольшими острыми гвоздиками к по­верхности дерева или парафина. Грудь и брюшко протирают ватой, смоченной 5% раствором карболовой кислоты или 5% раствором хлорамина, или, лучше, смачивают спиртом и поджигают шерсть, чтобы содержащиеся на ней микробы, в том числе спороносные палочки, не разлетались и не загрязняли стерильные инструменты и органы вскрытия трупа. В процес­се вскрытия придерживаются общепринятого порядка. Сна­чала исследуют наружные покровы и подкожную клетчатку, затем проводят вскрытие, исследование и взятие материала из органов грудной полости, а в последнюю очередь вскрытие, исследование и взятие материала из органов брюшной по­лости.

Обработанную кожу разрезают по средней линии живо­та протяженностью от симфиза до грудино-ключичного со­членения. На уровне передних и задних лап делают боковые надрезы. Кожные лоскуты отпрепаровывают от подкожной клетчатки и отворачивают в стороны, прикалывая булавками к доске.

В протоколе вскрытия отмечают состояние подкожной клетчатки и лимфатических узлов в паху и подмышечных впадинах. Подкожная клетчатка может быть развита сильно, слабо или умеренно. Подмышечные и паховые узлы обнару­живаются легко. При осмотре узлов обращают внимание на их величину, форму и цвет. Для бактериологического иссле­дования лимфатические узлы раздавливают стерильным пин­цетом и погружают в жидкую питательную среду или втира­ют в поверхность плотной питательной среды.

Сменив или простерилизовав использованные для вскры­тия кожных покровов инструменты, приступают к вскрытию грудной клетки. Грудину, захваченную пинцетом, слегка при­поднимают, делают под ней небольшой надрез, вводят в него браншу ножниц и перерезают ребра вначале с одной, а за­тем с другой стороны. Если в грудной полости есть экссудат, из него делают мазки и посев. Вновь сменив ножницы или протерев их ватой, смоченной спиртом, разрезают перикард, обнажая поверхность сердца. Накаливают на пламени го­релки бранши пинцета или скальпель, прижигают поверх­ность сердца, затем стерильным пинцетом оттягивают кверху ушко правого предсердия и после этого через прижженное место вводят в полость желудочка или предсердия капилляр пастеровской пипетки. Кровь, поднявшуюся по капилляру пи­петки, засевают в питательную среду.

Далее приступают к осмотру органов, расположенных в грудной полости, регистрируя в протоколе имеющиеся в них изменения, например наличие экссудата в полости плевры, абсцессы, гиперемию (багрово-красное окрашивание) или, на­оборот, ишемию (малокровие) в легких. Кусочки легкого с выявленными в нем изменениями вырезают для бактериоло­гического исследования.

После этого, сменив инструменты, переходят к исследова­нию органов брюшной полости. Передний листок брюшины вскрывают ножницами. При наличии экссудата в брюшной полости делают из него мазок и производят посев в пита­тельную среду. Затем осматривают печень, селезенку, почки, отмечая цвет, величину органов, характеризуя их консистен­цию (нормальная, дряблая, уплотненная, хрупкая) и имею­щиеся очаги поражения, например абсцессы.

При локализации инфекционного процесса в желудочно-кишечном тракте делают посев содержимого желудка и кишечника, набирая его в пастеровскую пипетку через приж­женную желудочную и кишечную стенки. Таким же образом для посева берут экссудат, содержимое абсцессов, желчного и мочевого пузыря.

Из паренхиматозных органов (печень, почки, селезенка) взятие материала и засев его производят одним из следующих способов.

·       У стерильной пастеровской пипетки обламывают кон­чик и проводят ее через пламя горелки. Затем капилляром пипетки прокалывают прижженный участок исследуемого ор­гана и насасывают в нее тканевую жидкость, которую засе­вают в питательную среду. Пипетки после использования опу­скают в банку с дезинфицирующим раствором.

·       Прижженную поверхность органа надрезают стериль­ным скальпелем и из глубины надреза соскабливают бакте­риальной петлей небольшое количество материала, которое затем вносят в питательную среду.

·       На прижженной поверхности органа делают надрез, остроконечными ножницами из глубины его вырезают ма­ленький кусочек, раздавливают между браншами пинцета и опускают в жидкую питательную среду или срезом ку­сочка делают отпечатки на поверхности плотной питательной среды.

Изменения, обнаруженные при вскрытии трупа, а также результаты бактериологического исследования вносят в про­токол вскрытия и бактериологического исследования трупного материала, составленный примерно по такому образцу:

1. Вид лабораторного животного, взятого в опыт.

2. Время заражения (месяц, число, час).

3. Материал, примененный для заражения (взвесь микро­бов с плотной питательной среды, бульонная культура, взвесь патологического материала и т. д.).

4. Время гибели животного (месяц, число, час).

5. Изменения, обнаруженные при вскрытии животного в месте введения заразного материала, состояние подкожной клетчатки, лимфатических узлов; изменения, найденные во внутренних органах.

6. Вид микроба, выделенного из трупного материала, его основные морфологические, культуральные, биохимические и серологические свойства.

После вскрытия трупы животных складывают в металличе­ские бачки с плотно закрывающимися крышками и засыпа­ют сухой хлорной известью. Трупы мелких лабораторных животных можно заливать раствором различных дезинфициру­ющих веществ: 5% раствором карболовой кислоты, 3—5% мыльно-карболовым раствором, 3—5% раствором хлорамина. Трупы животных, погибших от заражения споровыми форма­ми микробов, заливают хлорно-известковым молоком или 5—10% осветленным раствором хлорной извести. В дезинфици­рующем веществе трупы животных хранят до момента их сжигания.